Los cadáveres o restos de animales muertos, heces y otros materiales biológicos encontrados en la naturaleza pueden ser muy útiles para obtener datos sobre poblaciones silvestres con poca perturbación de los animales vivos o su hábitat. Ya no puede considerarse ético matar animales salvajes amenazados para obtener pieles para colecciones; Los cadáveres de animales encontrados o confiscados a los cazadores furtivos pueden servir como una mejor fuente de material para las colecciones de referencia. Por lo tanto, la consideración cuidadosa de qué partes de un espécimen deben dañarse o destruirse para su examen, y la preservación de qué partes en las colecciones de referencia es más útil (uno de nosotros: A. Nekaris; ver también Groves, 2002 en prensa)
Muestras que pueden ser útiles en colecciones de referencia:
Pieles; pieles de estudio, especímenes montados de las especies de estudio (se debe considerar la posibilidad de cambios de color causados por preservaciones)
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Especímenes conservados en húmedo
En lorises y galagos, la morfología de los genitales externos, como las espinas del pene, puede tener cierta importancia taxonómica.
Material esquelético, calaveras; si no hay animales muertos disponibles y se supone que se debe evitar la muerte de especímenes, por ejemplo, es posible realizar moldes muy detallados de dentición de especímenes anestesiados con materiales de dentistas. Los gránulos de búho pueden ser una fuente interesante de huesos (uno de nosotros: C. Groves)
Muestras de cabello; colección de pelo de referencia de especies simpatricas
Muestras de referencia de alimentos.
Preservación de animales enteros.
Tipos de especímenes de colección de un animal completo:
Para las colecciones de referencia, los mamíferos se pueden preparar como una variedad de especímenes. La condición del espécimen puede determinar posibles formas de preservarlo; si, por ejemplo, la descomposición de la piel ha aflojado tanto el cabello de la carcasa que puede ser fácilmente extraído o retirado frotando (pelaje “deslizante”), será muy difícil o imposible producir una piel de estudio o una muestra montada.
Los tipos más comunes de especímenes (basados en Nagorsen y Peterson, 1980) son:
1) animales enteros preservados con líquido (para estudiar anatomía e histología; la preservación del líquido puede cambiar el color del pelaje)
2) estudie las pieles con cráneos / esqueletos parciales acompañantes (algunos huesos permanecen en la piel), para estudiar el color del pelaje, la calidad del cabello y los patrones de muda,
3) pieles montadas con esqueleto parcial o completo (algunos huesos pueden permanecer en la piel, dependiendo del método de conservación) o especímenes liofilizados,
4) esqueletos completos , por ejemplo para estudiar anatomía, variación geográfica o para determinar la edad (esqueletos enteros están pobremente representados en colecciones, por lo que Nagorsen y Peterson (1980) recomiendan la preparación de al menos un esqueleto masculino y uno femenino por especie.
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Conservación de muestras en el campo.
Para preservar material taxonómico, como muestras de estudio de museos, se deben considerar diferentes métodos de preservación. En el campo, puede haber un acceso limitado a los materiales y equipos necesarios, por lo que puede ser necesaria la conservación preliminar con métodos más simples antes de la preparación final como una muestra de recolección permanente.
Ejemplos: procedimientos para la conservación preliminar de un animal completo
Almacenamiento a corto plazo sin preservación (se necesitan animales recién muertos para el montaje o la preparación de la piel)
En un clima frío a moderado sin refrigeración, los animales pequeños pueden almacenarse a la sombra durante 4-5 horas.
Después de este período, en un clima más cálido antes, las vísceras comenzarán a descomponerse (Hangay, Dinkley 1985)
Conservación de formalina:
Después de pesar y medir el animal y colocar una etiqueta adecuada (ver etiquetado), las muestras muy pequeñas (hasta 100 g) se pueden fijar enteras sumergiéndolas en formalina tamponada al 10% (proporción de solución de tejido – formalina de al menos 1: 12) . la cavidad del cuerpo se puede llenar con solución de formalina por inyección hasta que esté firme y firme; También se puede inyectar algo de formalina debajo de la piel, en la cavidad corporal, músculos y órganos más grandes. Si las agujas hipodérmicas no están disponibles, la cavidad del cuerpo se puede abrir ventralmente haciendo una hendidura en su lugar, permitiendo que entre la formalina. Mantener la boca abierta con un trozo de madera o algodón puede permitir luego examinar los dientes. Luego, todo el cuerpo puede sumergirse en formalina, en la postura en la que se supone que debe permanecer permanentemente porque se endurecerá. La relación entre formalina y carcasa debe ser de al menos 12 a 1 para asegurar una buena fijación. Los tejidos se pueden dejar en formalina neutralizada tamponada durante varios meses, pero la formalina endurece las muestras; por lo tanto, después de la fijación, el almacenamiento a largo plazo en alcohol puede ser mejor. Después de la conservación, la carcasa debe lavarse en agua y transferirse a etanol para su almacenamiento permanente, ver a continuación: conservación de líquidos a largo plazo (Nagorsen, Peterson, 1980; Munson, 2000; Rabinowitz et al., 2000).
Equipo necesario: formalina, tampón, agua, bisturí y / o jeringas hipodérmicas, material para etiquetas permanentes, recipientes (no recipientes de metal a menos que estén revestidos a prueba de ácido, porque la corrosión del metal decoloraría la muestra) (Nagorsen, Peterson 1980) La formalina, sin embargo, tiene algunas desventajas; por ejemplo, decolora el pelaje, después de una inmersión prolongada, suaviza los huesos (uno de nosotros: C. Groves) y evita un examen adicional de microbiología.
Conservación en alcohol:
Después de pesar, un animal entero puede conservarse en un recipiente con alcohol (70-90%). Se recomienda la extracción del intestino antes del almacenamiento del animal en alcohol (Rabinowitz et al., 2000).
Conservación por enfriamiento o congelación:
La eliminación de la piel con piel aislante antes de enfriar o congelar puede ayudar a enfriar la carcasa más rápidamente (Schoon, manuscrito de la conferencia).
No se recomienda la congelación si se planea un examen histológico (Wobeser y Spraker, 1980).
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Conservación fluida de tejidos blandos para el almacenamiento a largo plazo (según A. Schlichting, Universidad de Ruhr, comunicación personal).
(véase también a continuación: problema de los cambios en el color del pelaje que pueden ser importantes en especímenes conservados para fines taxonómicos):
La formalina endurece cada vez más el tejido y puede ablandar los huesos cuando su valor de pH es demasiado bajo (bajo la influencia del ácido fórmico ligero puede acumularse por la oxidación de la formalina, por lo que las muestras en formalina deberían almacenarse mejor en la oscuridad, tal vez en un refrigerador). Entonces, para el almacenamiento a largo plazo (muestras de museo), después de la fijación, una transferencia al alcohol puede ser mejor. Sin embargo, el almacenamiento en alcohol puede conducir a la reducción y al endurecimiento debido a la deshidratación. Para el almacenamiento permanente de líquidos de muestras en alcohol, después de la fijación en solución de formalina tamponada al 10%, la muestra debe lavarse manteniéndola en agua que fluya lentamente durante 24 horas (por ejemplo, en una caja cerrada con gasa) para eliminar los restos de formalina. Luego, la muestra debe mantenerse en agua destilada durante aproximadamente 30 minutos (lo mejor sería cambiar el agua dos veces). Cuando la formalina se elimina por completo, la muestra se puede transferir al 50% de alcohol durante 30 minutos, luego al 70% de alcohol durante algún tiempo. Para el almacenamiento a largo plazo en una colección, se recomienda una transferencia final al 80% de alcohol.
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Pelaje y cabello
Preparación de pieles en el campo.
Después de quitar la piel del animal, se debe quitar la mayor cantidad de carne posible, pero sin dañar la piel con las raíces del cabello. Luego, la piel se puede secar al sol o, si es necesario, a gran altura sobre el fuego, colgarse de una línea o estirarse entre las clavijas. Salar la piel acelerará el proceso de secado y conservará temporalmente la piel. Las áreas que todavía tienen carne o grasa deben ser saladas a fondo. El bórax en polvo se puede poner sobre la piel para preservarla aún más; alternativamente, se pueden usar cenizas frías del fuego. Cuando la piel está casi seca, debe doblarse con los lados peludos juntos (Rabinowitz et al., 2000). Pero vea a continuación: posibles cambios de color del cabello.
Preparación de laboratorio de pieles previamente secadas en el campo como lo describe Downing (1945):
1) Relajación de la piel seca sumergiéndola en agua tibia del grifo, generalmente durante la noche.
2) Breve lavado de la piel relajada con agua y jabón.
3) Enjuague de la piel en un agente desengrasante como varsol o tetracloruro de carbono; si estaban grasientas, se permitió que las pieles permanecieran allí durante media hora más o menos.
4) Secado de la piel en aserrín, utilizando aire comprimido para ayudar al secado y expulsar el aserrín del cabello.
Cambios de color causados por este método, particularmente por remojo, ver abajo
Problema de los cambios de color del cabello durante la preservación del pelaje.
El color del pelo de los animales vivos puede diferir del color del espécimen preservado por varias razones. Algunos tintes como el jugo de plantas pueden causar un color de pelo rojizo, las algas pueden causar un color de pelo verdoso en ciertas especies arbóreas, por ejemplo, en el perezoso Bradypus o un color verde brillante en la descomposición de Galagoides , que se desvanece rápidamente después de la muerte del animal ( Sanderson 1940).
Además, las diferencias de color en series de pieles de mamíferos pueden deberse a métodos de conservación y almacenamiento en lugar de mostrar la aparición de diferentes tipos de color (variedades rojas y grises, eritrismo aleatorio) en una especie (Sanderson, 1940).
El uso de productos químicos puede provocar cambios de color. La formalina decolora el pelaje (uno de nosotros: C. Groves). La inmersión prolongada en soluciones de alcohol, sal, alumbre o conservantes similares también altera el color (Downing, 1945). Sumner (1927), que limpió el pelaje con bencina u otros agentes químicos para una mejor comparabilidad, menciona los cambios de color.
